Page 141 - 《精细化工》2020年第2期

第 2 期 刘玲玲，等: 林生茜草果实花青素纯化及稳定性分析 ·343·

吸附率（Q）和解吸率（D）及得率（F）： 最大吸收峰。
( V     V )
Q /%  0 0 e e  10 0 （2）
  V 0
0
  V
D /%  1 1  100 （3）
( 0 V  0   e  V e )
  V
F /%  1 1  100 （4）
  V 0
0
式中：  为吸附前花青素的质量浓度，g/L；V 为
0
0
吸附前花青素溶液的体积，L；  为吸附后花青素
e
的质量浓度，g/L；V 为吸附后溶液的体积，L；  1
e
为解吸后花青素的质量浓度，g/L；V 为解吸后花青
1
素溶液的体积，L。 图 1 林生茜草果实花青素紫外-可见吸收光谱
Fig. 1 UV-Vis absorption spectrum of anthocyanin from
1.2.4 静态吸附及解吸附检测
Rubia sylvatica Nakai fruit
称取 1.2.3 节所筛选 LX-8 大孔吸附树脂 2.0 g，
置于 100 mL 锥形瓶中，加入 50 mL 花青素粗提液 按照所筛选的最优条件对林生茜草果实花青素
（pH 2.0，质量浓度 0.038 g C3G/L），于室温下振荡 粗提液进行上柱吸附与解吸附，得到花青素纯化样品。
吸附（120 r/min），每隔 0.5 h 测定 1 次吸光度，2 h 色价测定方法 [14] ：称取适量纯化与未纯化的花青素
后每隔 1 h 测定吸光度，计算吸附率，并绘制静态 样品，用质量浓度为 7 g/L 的柠檬酸水溶液（pH 2.0）
吸附动力学曲线。 溶解，配制成 1 g/L 的花青素溶液，于最大吸收波
室温（23~25 ℃）条件下，考察吸附液 pH、解 长 515 nm 下测定吸光度，根据下式计算色价 E：
吸液乙醇体积分数、解吸液 pH 对静态吸附及解吸 E  A 515  f （5）
附的影响。参数考察范围分别为：吸附液及解吸液 m 1
pH 值 1、2、3、4、5、6；解吸液乙醇体积分数 10%、 式中： A 515 为最大吸收波长下的吸光度； f 为稀释
20%、30%、40%、50%、60%、70%、80%、90%、 倍数； m 为样品质量，g。
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无水乙醇。 纯度（质量分数）测定方法 [15] ：称取纯化与未
1.2.5 动态吸附及解吸附检测 纯化的花青素样品，用 pH 2.0 的柠檬酸水溶液溶解，
将预处理好的树脂湿法装柱（称取 LX-8 大孔 采用 pH 示差法检测溶液中的花青素质量浓度，根
吸附树脂 20.0 g，经测定柱体积为 30 mL），用提 据下式计算纯度 B：
取液（体积分数 20%乙醇水溶液，pH 2.0）充分平   V
B /%   100 （6）
衡，将花青素粗提液 25 mL（pH 2.0，质量浓度 0.30 m 2
g C3G/L）分别以 0.5、1.0、1.5、2.0、2.5 mL/min 式中：  为检测所得的花青素质量浓度，g C3G/L；
的流速上样吸附，待吸附完成后测流出液体积及吸 V 为溶液体积，L； m 为样品质量，g。
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光度，得到动态吸附率。 1.2.7 林生茜草果实花青素稳定性分析
称取饱和吸附的 LX-8 型大孔吸附树脂 20.0 g， 利用最佳纯化工艺条件下获得的林生茜草果实
上柱，充分平衡后，以去离子水充分洗去杂质，使 花青素配制样液，考察环境因素（光照、温度、pH）
用体积分数 70%乙醇水溶液、pH 2.0（质量浓度 7 g/L 和添加剂（氧化还原剂、金属离子、酸味剂、糖、
柠檬酸溶液调节）的洗脱液〔V（7 g/L 柠檬酸溶 防腐剂）等对花青素稳定性的影响，按照下式计算
液）∶V（乙醇）=25∶ 75〕，分别以 0.5、1.0、1.5、 花青素保留率：
2.0、2.5 mL/min 的流速进行洗脱，每 5 mL 流出液 A
保留率 /%  e  100 （7）
收集 1 份，测定流出液的花青素吸光度，绘制洗脱 A 0
曲线，根据曲线确定洗脱流速及洗脱剂用量。 式中：A 为花青素初始吸光度；A 为条件处理后的
e
0
1.2.6 林生茜草果实花青素的色价及纯度测定 吸光度。
研究表明，花青素在 500~520 nm 内有最大吸收 光照：配制质量浓度 0.1 g/L 的花青素水溶液
峰 [13] 。林生茜草果实花青素粗提液紫外-可见吸收光 （pH 3.0），分别置于室内避光、室内日光灯、紫外
谱见图 1。如图 1 所示，林生茜草果实花青素溶液 光（254 nm、365 nm）条件下放置 1 周，每隔 1 d
符合花青素的吸收光谱特性，且在 515 nm 波长下有 测定保留率。